Чутливість ліпідних рафтів рослинних клітин до впливу модульованої мікрогравітації (кліностатування)

Кордюм, ЄЛ, Клименко, ОМ, Булавін, ІВ, Жупанов, ІВ, Вороб'йова, ТВ, Рюланд, Е
Косм. наука технол. 2018, 24 ;(4):48-58
https://doi.org/10.15407/knit2018.04.051
Мова публікації: Українська
Анотація: 
Рослини як джерело кисню та їжі для космонавтів визнані ключовим компонентом біорегенеративних систем життєзабезпечення. Біологічні мембрани, в першу чергу цитоплазматична мембрана (ЦМ),  за своїми якостями та функціями можуть відігравати важливу роль в адаптації рослин до мікрогравітації. Доведено наявність в ЦМ функціональних доменів, які отримали назву “ліпідних рафтів”. Припускається, що рафти модулюють білкові взаємодії і таким чином включаються в численні життєво важливі клітинні процеси. Дослідження ліпідних рафтів допомагають пояснити  біохімічні процеси,  що відбуваються в клітинних мембранах у нормі та відповідях на стрес.
       Наша стаття торкаэться такої проблеми як пізнання ступеня гравічутливості основних клітинних процесів та адаптивного потенціалу рослин до умов мікрогравітації,  що конче потрібно для розробки технологій космічного рослинництва у біорегенеративних системах життєзабезпечення. Мета полягає у з’ясуванні ступеня гравічутливості ліпідних рафтів рослинних клітин за такими ознаками як склад і вміст насичених і ненасичених жирних кислот і стеринів.
      Матеріали й методи дослідження стосувалися проростків гороху Pisum sativum L. сорту Берсек, який вирощували протягом 6-ти діб у контролі та за дії повільного горизонтального кліностатування. На сьому добу від проростків відрізали корені, виділяли з них фракцію ЦМ, із якої отримували фракцію рафтів із використанням центрифуги “Оptima L-90K“. Фракцію рафтів  досліджували методами  електронної мікроскопії за допомогою електронного мікроскопа JEM 1230 (“JЕОL”, Японія) і  газової хроматографії на апараті HRGC 5300 (“Carlo Erba Instruments”, Італія).
         Показано, що рафти мають вигляд тонких стрічок  довжиною від 80 до 100 нм та шириною від 6 до 13 нм. За умов кліностатування якісний склад основних жирних кислот у фракції рафтів не змінювався, відмінності спостерігалися у їхньому відсотковому вмісті. За дії модельованої мікрогравітації у фракції рафтів, як і в стаціонарному контролі, переважали насичені жирні кислоти, вміст яких збільшувався, особливо пальмітинової кислоти, відповідно зменшувався відсоток ненасичених жирних кислот, особливо арахідонової кислоти. Відмічено зменшення моноєнових ненасичених жирних кислот порівняно із контролем,  серед полієнових жирних кислот найбільший відсоток складали тетраєнові жирні кислоти. За умов кліностатування відсоток холестерину у фракції рафтів збільшувався в 7 разів порівняно із контролем.
        Вперше встановлено значне збільшення холестерину та підвищення вмісту насичених жирних кислот у ліпідних рафтах під впливом кліностатування, що  може вказувати на підвищення жорсткості рафтів і отже на зміни проникності ЦМ, селективності та активності відповідних білків. Підвищення жорсткості рафтів відбувається на фоні підтримання мікров’язкості самої мембрани на нормальному рівні. Пропонується  посилити увагу до вивчення ролі ліпідних рафтів у гравічутливості рослинних клітин.
Ключові слова: Pisum sativum, жирні кислоти, кліностатування, рафти, стерини, цитоплазматична мембрана
References: 
 1. Кордюм Є. Л., Недуха О. М., Грахов В. П., Мельник А. К., Воробйова Т. В., Клименко О. М., Жупанов І. В. Дослідження впливу модельованої мікрогравітації на біліпідний шар цитоплазматичної мембрани рослинних клітин // Космічна наука і технологія. — 2015. — 21, № 3. — С. 40—47.
2. Полулях Ю. А. Содержание фосфолипидов и жирных кислот в плазматической мембране клеток корней гороха при клиностатировании // Докл. АН УССР. Сер. Биол. — 1988. — 10. — C. 67—69.
3. Bhat R., Panstruga R. A. Lipid rafts in plants // Planta. — 2005. — 223. — P. 5—1.
4. Bligh E. Y., Dyer W. J. A rapid method of total lipid extraction and purification // Can. J. Biochem. Physiol. — 1959. — 37. — P. 911—917.
5. Borner G. H. H., Sherrier D. J.,Weimar T., Michaelson L. V., Hawkins N. D., Macaskill A., et al. Analysis of detergentresistant membranes in Arabidopsis. Evidence for plasma membrane lipid rafts // Plant Physiol. — 2005. — 137. — P. 104—116.
6. Brown D. A., London E. Functions of lipid rafts in biological membranes // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. — 1998. — 14. — P. 111—136.
7. Cacas J.-L., Furt F., Le Guédard M., Schmitter J. M., Buré C., Gerbeau-Pissot P. Lipids of plant membrane rafts // Progress in Lipid Res. — 2012. — 51. — P. 272—299.
8. Carde J.-P. Electron microscopy of plant cell membranes // Methods Enzymol / Eds L. Packer, R. Douce. — USA: Acad. Press Inc., 1987. — 148. — P. 599—622.
9. Demir F., Horntrich C., Blachutzik J. O., Scherzer S., Reinders Y., Kierszniowska S., et al. Arabidopsis nanodomaindelimited ABA signaling pathway regulates the anion channel SLAH3 // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. — 2013. — 110, N 20. — P. 8296—8301.
10. Edidin M. Lipids on the frontier: a century of cellmembrane bilayers // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. — 2003. — 4. — P. 414—418.
11. Engelman D. M. Membranes are more mosaic than fluid // Nature — 2005. — 438. — P. 578—580.
12. Ferl E. J., Wheeler R. M., Levine H. G., Paul A. L. Plants in space // Curr. Opin. Plant Biol. — 2002. — 5. — P. 259—263.
13. Fujiwara M., Hamada S., Hiratsuka M., Fukao Y., Kawasaki T., Shimamoto K. Proteome analysis of detergent-resistant membranes (DRMs) associated with OsRac1-mediated innate immunity in rice // Plant Cell Physiol. — 2009. — 50. — P. 1191—1200.
14. Furt F., Lefebvre B., Cullimore J., Bessoule J.-J., Mongrand S. Plant lipid rafts // Plant Signal Behav. — 2007. — 2, N 6. — P. 508—511.
15. Goldermann M., Hanke W. Ion channel are sensitive to gravity changes // Microgravity Sci. Technol. — 2001. — 13.— P. 35—38.
16. Grennan A. K. Lipid rafts in plants // Plant Physiol. — 2007. — 143, N 3. — P. 1083—1085.
17. Gutierrez-Carbonell E., Takahashi D., Lüthje S., GonzálezReyes J. A., Mongrand S., Contreras-Moreira B., et al. Shotgun proteomic approach reveals that Fe deficiency causes marked changes in the protein profiles of plasma membrane and detergent-resistant microdomain preparations from Beta vulgaris roots // J. Proteome Res. — 2016. — 15, N 8. — P. 2510—2524.
18. Iswanto A. B., Kim J. Y. Lipid raft, regulator of plasmodesmal callose homeostasis // Plants (Basel). — 2017. — 6, N 2. — 15. — doi: 10.3390/plants6020015.
19. Kittang A.-I., Iversen T. H., Fossum K. R., Mazars C., CarneroDiaz E., Boucheron-Dubuisson E., et al. Exploration of plant growth and development using the European Modular cultivation System facility on the International Space Station // J. Plant Biology. — 2014. — 16, N 3. — P. 528—538.
20. Kordyum E. L. Biology of plant cells in microgravity and under clinostating // Int. Rev. Cytol. — 1997. — 171. — P. 1—78.
21. Kordyum E. L. Plant cell gravisensitivity and adaptation to microgravity // J. Plant Biology. — 2014. — 16, Suppl. 1. — P. 79—90.
22. Kraft M. L. Plasma membrane organization and function: moving past lipid rafts // Mol. Biol. Cell. — 2013. — 24, N 18. —2765—2768.
23. Larsson Ch., Sommarin M., Widell S. Isolated of highly purified plant plasma membranes and separation of inside-out and right-side-out vesicles // Methods in Enzymology. — 1994. — 228. — P. 451—469.
24. Lefebvre B., Furt F., Hartmann M.-A., Michaelson L. V., Carde J.-P., Sargueil-Boiron F., et al. Characterization of lipid fafts from Medicago truncatula root plasma membranes: a proteomic study reveals the presence of a raftassociated redox system // Plant Physiol. — 2007. — 144, N 1. — P. 402—418.
25. Lingwood D., Simons K. Lipid rafts as a membrane-organizing principle // Science. — 2010. — 327, N 5961. — P. 46—50.
26. Mongrand S., Morel J., Laroche J., Claverol S., Carde, J. P. Hartmann M. A., et al. Lipid rafts in higher plant cells: purification and characterization of Triton X-100- insoluble microdomains from tobacco plasma membrane // J. Biol. Chem. — 2004. — 279. — P. 36277—36286.
27. Mongrand S., Stanislas T., Bayer E. M., Lherminier J., Simon-Plas F. Membrane rafts in plant cells // Trends Plant Sci. — 2010. — 15, N 12. — P. 656—663.
28. Morel J., Claverol S., Mongrand S., Furt F., Fromentin J., Bessoule J.-J., et al. Proteomics of plant detergent-resistant membranes // Mol. Cell. Proteomics. — 2006. — 5. — P. 1396—1411.
29. Paul A. L., Zupanska A. K., Schultz E., Ferl R. J. Organspecific remodeling of the Arabidopsis transcriptome in response to spaceflight BMC // Plant Biol. — 2013. — 13. — P. 112—122.
30. Peskan T., Westermann M., Oelmulle R.r Identification of low-density Triton X-100-insoluble plasma membrane microdomains in higher plants // Eur. J. Biochem. — 2000. — 267. — P. 6989—6995.
31. Seifert G. J., Xue H., Acet T. The Arabidopsis thaliana fasciclin like arabinogalactan protein 4 gene acts synergistically with abscisic acid signalling to control root growth // Ann. Bot. — 2014. — 114, N 6. —P. 1125—1133.
32. Sieber M., Hanke W., Kohn F. P. M. Modification of membrane fluidity by gravity // Open J. Biophysics. — 2014.— 4.—P. 105—111.
33. Simons K., Ikonen E. Functional rafts in cell membranes // Nature. — 1997. — 387. — P. 569—572.
34. Sprenger R. R., Jensen O. N. Proteomics and the dynamic plasma membrane: quo vadis? // Proteomics. — 2010. — 10. — P. 3997—4011.
35. Srivastava V., Malm E., Sundqvist G., Bulone V. Quantitative proteomics reveals that plasma membrane microdomains from poplar cell suspension cultures are enriched in markers of signal transduction, molecular transport, and callose biosynthesis // Mol. Cell Proteomics. — 2013. — 12, N 12. — P. 3874—3885.
36. Takahashi D., Kawamura Y., Yamashita T., Uemura M. Detergent-resistant plasma membrane proteome in oat and rye: similarities and dissimilarities between two monocotyledonous plants // J. Proteome Res. — 2012. — 11, N 3. —P. 1654—1665.
37. Wheeler R. M. Plants for human life support in space: from Myers to Mars // Gravit. Space Biol. — 2010. — 23. — P. 25—35.